References

alternative

Альтернативная энергетика и экология (ISJAEE)

Alternative Energy and Ecology (ISJAEE)

1608-8298

Международный издательский дом научной периодики "Спейс

10.15518/isjaee.2026.02.175-199

alternative-2785

Research Article

VII. ЭКОЛОГИЧЕСКИЕ АСПЕКТЫ ЭНЕРГЕТИКИ. 17. Энергетика и экология. 17-8-0-0 Проблемы переработки промышленных и бытовых отходов

VII. ENVIRONMENTAL ASPECTS OF ENERGY. 17. Energy and ecology. 17-8-0-0 Problems of factory and domestic waste utilization

Получение биоводорода из полисахарида, используемого для гидроразрыва пласта, с использованием термофильных моно- и смешанных культур

Enhanced biohydrogen production from a fracturing fluid polysaccharide gel by thermophilic mono- and mixed cultures

Потокина

В. В.

Potokina

V. V.

Потокина Виктория Вячеславовна, младший научный сотрудник лабораториимикробиологии антропогенных мест обитания

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Scopus ID: 57364304400

Potokina Victoriya Vyacheslavovna, Laboratory of Microbiology of Anthropogenic Habitat

119071, Moscow, Leninsky Prospekt, 33, Building 2

https://orcid.org/0000-0002-0085-3375

Рыбкин

Я. А.

Rybkin

I. A.

Рыбкин Ярослав Андреевич, учёный-нефтехимик

117105, г. Москва, Варшавское шоссе, д. 9, стр. 1

Rybkin Iaroslav Andreevich, Petrochemical Scientist

117105, Moscow, Varshavskoe shosse, 9, Building 1B

Паршина

С. Н.

Parshina

S. N.

Паршина София Николаевна, старший научный сотрудник лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания,кандидат биологических наук

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

ResearcherID: A-8607-2014 Scopus ID: 35511680900

Parshina Sofia Nikolaevna, Laboratory of Microbiology of Anthropogenic Habitats, PhD

119071, Moscow, Leninsky Prospekt, 33, Building 2

https://orcid.org/0009-0006-0931-8789

Иваненко

А. А.

Ivanenko

A. A.

Иваненко Артем Александрович, инженер лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания, бакалавр

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Researcher ID: JAX-4154-2023

119899, г. Москва, Ленинские Горы, 1, стр. 12

Ivanenko Artem Alexandrovich, engineer in Laboratoryof Microbiology of Anthropogenic Habitats, bachelor

119071, Moscow, Leninsky Prospekt, 33, Building 2

119899, Moscow, Leninskie Gory, 1, Building 12

https://orcid.org/0000-0001-8215-2814

Лайкова

А. А.

Laikova

A. A.

Лайкова Александра Алексеевна, младший научный сотрудник лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания, аспирант

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Researcher ID: IVU-7977-2023 Scopus Author ID: 58044317600

Laikova Alexandra Alekseevna, junior researcher in Laboratory of Microbiology of Anthropogenic Habitats, PhD student

119071, Moscow, Leninsky Prospekt, 33, Building 2

https://orcid.org/0000-0002-5525-0459

Журавлева

Е. А.

Zhuravleva

E. A.

Журавлева Елена Александровна, науч. сотр. лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания, канд. биол.наук

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Researcher ID: JBS-4297-2023 Scopus Author ID: 57216346570

Zhuravleva Elena Alexandrovna, researcher Laboratoryof Microbiology of Anthropogenic Habitats, postgraduate. PhD

119071, Moscow, Leninsky Prospekt, 33, Building 2

https://orcid.org/0000-0002-7458-0031

Шехурдина

С. В.

Shekhurdina

S. V.

Шехурдина Светлана Витальевна, младший научный сотрудник лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания, аспирант

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Scopus Author ID: 57564192200 Researcher ID: JZW-4863-2024

Shekhurdina Svetlana Vitalievna, unior researcher of Laboratory of Microbiology of Anthropogenic Habitats, PhD student

119071, Moscow, Leninsky Prospekt, 33, Building 2

https://orcid.org/0000-0002-1983-3454

Ковалев

А. А.

Kovalev

A. A.

Ковалев Андрей Александрович,

109428,. Москва, 1-й Институтский проезд, д. 5

Scopus Author ID: 57205285134

Kovalev Andrey Alexandrovich, chief researcher of the laboratory of bioenergy technologies, doctor of technical sciences

109428, Moscow, 1st Institutskiy Proezd, Building 5

https://orcid.org/0000-0002-3603-3686

Ковалев

Д. А.

Kovalev

D. А.

Ковалев Дмитрий Александрович, заведующий лабораторией биоэнергетических технологий, кандидат технических наук

109428,. Москва, 1-й Институтский проезд, д. 5

Researcher ID: K-4810-2015

Kovalev Dmitry Alexandrovich, head of the laboratory of bioenergy and supercritical technologies, candidate of technical sciences

109428, Moscow, 1st Institutskiy Proezd, Building 5

Алахмари

М.

Alahmari

Алахмари Манар, учёный-нефтехимик

34466, Дахран

Manar Alahmari, Petrochemical Scientist

34466, Dhahran

Орлов

М. В.

Orlov

M. V.

Орлов Максим Владимирович, Руководитель направления перспективных материалов

117105, г. Москва, Варшавское шоссе, д. 9, стр. 1

Orlov Maxim Vladimirovich, Program Director of Advanced Materials

117105, Moscow, Varshavskoe shosse, 9, Building 1B

https://orcid.org/0000-0002-5457-4603

Литти

Ю. В.

Litti

Y. V.

Литти Юрий Владимирович, заведующий лабораторией микробиологии антропогенных мест обитания, кандидатбиологических наук

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Researcher ID: C-4945-2014 Scopus Author ID: 59312651000

Litti Yuri Vladimirovich, Head of Laboratory of Microbiology of Anthropogenic Habitats, Candidate of Biological Sciences

119071, Moscow, Leninsky Prospekt, 33, Building 2

litty-yuriy@mail.ru

Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАНРоссияFederal Research Center Fundamentals of Biotechnology of the Russian Academy of SciencesRussian Federation

ООО «Арамко Инновейшнз»РоссияAramco Innovations LLCRussian Federation

Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАН; Московский государственный университет имени М. В. Ломоносова, биологический факультетРоссияFederal Research Center Fundamentals of Biotechnology of the Russian Academy of Sciences; Department of Biology, Lomonosov Moscow State UniversityRussian Federation

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный научный агроинженерный центр ВИМ»РоссияFederal Government Budgetary Institution of Science, «Federal Scientific Agroengeneering Сenter VIM»Russian Federation

Научно-исследовательский центр EXPEC «Сауди Арамко»Саудовская АравияEXPEC Advanced Research Center Saudi AramcoSaudi Arabia

2026

13052026

02175199

2026

Международный издательский дом научной периодики "Спейс

https://www.isjaee.com/jour/about/submissions#copyrightNotice

https://www.isjaee.com/jour/article/view/2785

Быстрый рост потребления воды при проведении операций гидроразрыва пласта (ГРП) требует разработки эффективных методов ее утилизации и повторного использования. Жидкости для ГРП обычно содержат органические полисахаридные гелеобразующие вещества, такие как гуаровая камедь и ее производные. В данной работе рассматривается темновая ферментация как многообещающий метод переработки полисахаридных отходов с получением водорода. Мы исследовали образование водорода из карбоксиметилгидроксипропилгуаровой камеди (CMHP-GG) и ее мономеров (галактозы и маннозы) с использованием термофильных штаммов бактерий Pseudoclostridium thermosuccinogenes AP-1, Tepidibaculum saccharolyticum AP-3, Thermohydrogenium kirishiense TR2, Thermoanaerobacter uzonensis 2K-2 и Thermoanaerobacterium thermosaccharolyticum SP-H2. Наибольшие выходы водорода из мономеров были получены для штаммов TR2 (77,9 мл из галактозы; 74,5 мл из маннозы) и SP-H2 (56,2 мл из галактозы; 43,1 мл из маннозы). При ферментации геля КМГП-ГК штамм AP-3 продемонстрировал самое высокое образование водорода как в монокультуре, так и в консорциумах со штаммами TR2, AP-1 и 2K-2 (40,1-37,5 мл) в соотношении 1:1. Для сравнения, консорциум с SP-H2 и смешанный консорциум всех штаммов образовали значительно меньше водорода (11,1 мл и 7,3 мл соответственно), по-видимому, из-за их метаболической несовместимости. Эти результаты подчеркивают потенциал подбора и применения микробных консорциумов для биоочистки жидкостей после гидроразрыва пласта с целью получения возобновляемого биоводорода и органических кислот.

The rapid increase of water consumption in hydraulic fracturing (HF) operations, calls for creating effective disposal and water recycle methods. HF fluids often contain organic polysaccharide gelling agents like guar gum and its derivatives. This study explores dark fermentation as a promising method for converting this waste polymer into hydrogen, thereby enabling a waste-to-hydrogen valorization pathway. We determined hydrogen production from carboxymethylhydroxypropyl guar gum (CMHP-GG) and its monomers (galactose and mannose) using thermophilic bacterial strains Pseudoclostridium thermosuccinogenes AP-1, Tepidibaculum saccharolyticum AP-3, Thermohydrogenium kirishiense TR2, Thermoanaerobacter uzonensis 2K-2, and Thermoanaerobacterium thermosaccharolyticum SP-H2. The highest hydrogen yields from monomers were obtained by strains TR2 (77,9 mL from galactose; 74,5 mL from mannose) and SP-H2 (56,2 mL from galactose; 43,1 mL from mannose). During CMHP-GG gel fermentation, strain AP-3 demonstrated the highest hydrogen production, both in monoculture and in 1:1 consortia with strains TR2, AP-1, and 2K-2 (40,1-37,5 mL). In comparison, the consortium with SP-H2 and the mixed consortium of all strains yielded significantly less hydrogen (11,1 mL and 7,3 mL, respectively), due to metabolic incompatibility. These findings highlight the potential of specific microbial consortia for bio-refining post-fracturing fluids to produce renewable biohydrogen and organic acids.

биоводородтемновая ферментацияTepidibaculum saccharolyticumжидкость для гидроразрыва пластамикробный консорциумкарбоксиметилгидроксипропилгуаровая камедь (КМГП-ГК)

BiohydrogenDark fermentationTepidibaculum saccharolyticumHydraulic fracturing fluidMicrobial consortiumCarboxymethylhydroxypropyl guar gum (CMHP-GG)

References1

. Othman A., Aljawad M. S., Kalgaonkar R., Kamal M. S. Application of polymers in hydraulic fracturing fluids: a review // Polymers (Basel). – 2025; 17(18):2562. https://doi.org/10.3390/polym17182562

. Ivanenko A. A., Laikova A. A., Zhuravleva E. A., Shekhurdina S. V., Parshina S. N., Potokina V. V., Kovalev A. A., Kovalev D. A., Rybkin I. A., Orlov M. V., Alahmari M., Litti Y. V. Dark fermentation as a potential method for biodegradation of polysaccharide gels used in hydraulic fracturing // Int J Hydrogen Energy. – 2025; 147:149976. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2025.06.166

. Makki S., Maalouf E., Yehya A. Review of the environmental and health risks of hydraulic fracturing fluids // Heliyon. – 2024; 11(1):e40883. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2024.e40883

. Wollin K. M., Damm G., Foth H., Freyberger A., Gebel T., Mangerich A., Gundert-Remy U., Partosch F., Rohl C., Schupp T., Hengstler J. G. Critical evaluation of human health risks due to hydraulic fracturing in natural gas and petroleum production // Arch Toxicol. – 2020; 94:967-1016. https://doi.org/10.1007/s00204-020-02758-7

. Berdugo-Clavijo C., Scheffer G., Sen A., Gieg L. M. Biodegradation of polymers used in oil and gas operations: towards enzyme biotechnology development and field application // Polymers (Basel). – 2022; 14(9):1871. https://doi.org/10.3390/polym14091871

. Abutu D., Yussof H. W., Nwaichi P. I., Umunnawuike C., Nyah F., Money B., Agi A. Utilizing depleted oil reservoirs for in-situ biohydrogen production: addressing knowledge gaps, sustainable pathways and future research directions // Fuel. – 2026; 406:136710. https://doi.org/10.1016/j.fuel.2025.136710

. Scheffer G., Chakraborty A., Amundson K. K., Khan R., Wilkins M. J., Evans P., Hubert C. R. J. Polymer biodegradation by Halanaerobium promotes reservoir souring during hydraulic fracturing // Appl Environ Microbiol. – 2025; 91(5):e0225324. https://doi.org/10.1128/aem.02253-24

. Fan Y., Zhang F., He K., Yu D., Chen H., Tian D., Shi Y., Li Z., Wang X. Functional microorganisms in hydrogen production: Mechanisms and applications // Bioresour technol. – 2025; 419:132007. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2024.132007

. Ivanenko A. A., Laikova A. A., Zhuravleva E. A., Shekhurdina S. V., Vishnyakova A. V., Kovalev A. A., Kovalev D. A., Trchounian K. A., Litti Y. V. Biological production of hydrogen: From basic principles to the latest advances in process improvement // Int J Hydrogen Energy. – 2024; 55:740-55. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2023.11.179

. Rainey F. A., Donnison A. M., Janssen P. H., Saul D., Rodrigo A., Bergquist P. L., Daniel R. M., Stackebrandt E., Morgan H. W. Description of Caldicellulosiruptor saccharolyticus gen. nov., sp. nov: an obligately anaerobic, extremely thermophilic, cellulolytic bacterium // FEMS Microbiol Lett. – 1994; 120:263-6. https://doi.org/10.1111/J.1574-6968.1994

. Tomlin J., Read N. W., Edwards C. A., Duerden B. I. The digestion of guar gum by individual strains of colonic bacteria // Microb Ecol Health Disease. – 1988; 1(3): 163-7. https://doi.org/10.3109/08910608809141532

. Podosokorskaya O. A., Kochetkova T. V., Novikov A. A., Toshchakov S. V., Elcheninov A. G., Kublanov I. V. Tenuifilum thalassicum gen. nov., sp. nov., a novel moderate thermophilic anaerobic bacterium from a Kunashir Island shallow hot spring representing a new family Tenuifilaceae fam. nov. in the class Bacteroidia // Syst Appl Microbiol. – 2020; 43:126126. https://doi.org/10.1016/J.SYAPM.2020.126126.

. Podosokorskaya O. A., Elcheninov A. G., Klyukina A. A., Merkel A. Y. Ignisphaera cupida sp. nov., a hyperthermophilic hydrolytic archaeon from a hot spring of Uzon (Kamchatka), and emended description of the genus Ignisphaera // Syst Appl Microbiol. – 2024a; 47:126541. https://doi.org/10.1016/J.SYAPM.2024.126541.

. Podosokorskaya O. A., Petrova N. F., Tikhonova E. N., Klyukina A. A., Elcheninov A. G. Rosettibacter primus gen. nov., sp. nov., and Rosettibacter firmus sp. nov., facultatively anaerobic moderately thermophilic bacteria of the class Ignavibacteria from hot springs of North Ossetia // Syst Appl Microbiol. – 2024b; 47(5):126528. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2024.126528

. Pfennig N. Anreicherungskulturen für rote und grüne Schwefelbakterien // Zbl Bakt I Abt Orig Suppl. – 1965; 1:179-89.

. Pfenning N., Lippert K. D. Über das Vitamin B12 – Bedürfnis phototropher Schwefelbakterien // Arch Microbiol. – 1966; 55:245-46.

. Wolin E. A., Wolin M. J., Wolfe R. S. Formation of methane by bacterial extracts // J Biol Chem. – 1963; 238:2882-86.

. Emebu S., Pecha J., Janacova D. Review on anaerobic digestion models: Model classification & elaboration of process phenomena // Renew Sustain Energy Rev. – 2022; 160:112288. https://doi.org/10.1016/j.rser.2022.112288

. Potokina V. V., Parshina S. N., Merkel A. Y., Elcheninov A. G., Vishnyakova A. V., Avtukh A. N., Kostrikina N. A., Tereshina V. M., Litti Y. V. Astrobacterium formosum gen. nov., sp. nov., a novel psychrotolerant rosette-forming bacterium from a laboratory psychrophilic EGSB bioreactor // Syst Appl Microbiol. – 2025; 48(5):126640. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2025.126640.

. Litti Y. V., Potekhina M. A., Zhuravleva E. A., Vishnyakova A. V., Grouzdev D., Kovalev A. A., Kovalev D. A., Katraeva I. V., Parshina S. N. Dark fermentative hydrogen production from simple sugars and various wastewaters by a newly isolated Thermoanaerobacterium thermosaccharolyticum SP-H2 // Int J Hydrogen Energy. – 2022; 47(58):24310-27. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2022.05.235

. Birnboim H. C., Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA // Nucleic Acids Res. – 1979; 24(7):1513-23. https://doi.org/10.1093/nar/7.6.1513

. Lane D. J. 16S/23S rRNA sequencing In: Stackebrandt E., Goodfellow M. (eds) Nucleic acid techniques in bacterial systematics. – 1991; 115-75.

. Laikova A. A., Kovalev A. A., Kovalev D. A., Zhuravleva E. A., Shekhurdina S. V., Litti Y. V. The feasibility of single-stage biohythane production in a semi-continuous thermophilic bioreactor: Influence of operating parameters on the process kinetics and microbial community dynamics // Int J Hydrogen Energy. – 2024; 55:148694. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2023.12.140.

. Kovalev A. A., Kovalev D. A., Zhuravleva E. A., Laikova A. A., Shekhurdina S. V., Vivekanand V., Litti Y. V. Biochemical hydrogen potential assay for predicting the patterns of the kinetics of semi-continuous dark fermentation // Bioresour Technol. – 2023; 376:128919. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2023.128919.

. Zacharova E. V., Mitrofanova T. I., Krasklnikova E. N., Kondratieva E. N. Thermohydrogenium kirishiense gen. nov. and sp. nov., a new anaerobic thermophilic bacterium // Arch Microbiol. – 1993; 160:492-97. https://doi.org/10.1007/BF00245311

. Slobodkina G. B., Baslerov R. V., Kostryukova N. K., Bonch-Osmolovskaya E. A., Slobodkin A. I. Tepidibaculum saccharolyticum gen. nov., sp. nov. a moderately thermophilic, anaerobic, spore-forming bacterium isolated from a terrestrial hot spring // Extremophiles. – 2018; 22(5):761-8. https://doi.org/10.1007/s00792-018-1036-5

. Drent W. J., Lahpor G. A., Wiegant W. M., Gottschal J. C. Fermentation of inulin by Clostridium thermosuccinogenes sp. nov., a thermophilic anaerobic bacterium isolated from various habitats // Appl Environ Microbiol. – 1991; 57(2):455-62. https://doi.org/10.1128/aem.57.2.455-462.1991

. Zhang X., Tu B., Dai L., Lawson P. A., Zheng Z., Liu L. -Y., Deng Y., Zhang H., Cheng L. Petroclostridium xylanilyticum gen. nov., sp. nov., a xylan-degrading bacterium isolated from an oilfield, and reclassification of clostridial cluster III members into four novel genera in a new Hungateiclostridiaceae fam. Nov // Int J Syst Evol Microbiol. – 2018; 68:3197-211. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.002966

. Wagner I. D., Zhao W., Zhang C. L., Romanek C. S., Rohde M., Wiegel J. Thermoanaerobacter uzonensis sp. nov., an anaerobic thermophilic bacterium isolated from a hot spring within the Uzon Caldera, Kamchatka, Far East Russia // Int J Syst Evol Microbiol. – 2008; 58(11):2565-73. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65343-0

. Moon M., Lee J. P., Park G. W., Lee J. S., Park H. J., Min K. Lytic polysaccharide monooxygenase (LPMO)-derived saccharification of lignocellulosic biomass // Bioresour Technol. – 2022; 359:127501. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2022.127501

. Nakamura A. M., Nascimento A. S., Polikarpov I. Structural diversity of carbohydrate esterases // Biotechnol Res Innov. – 2017; 1(1):35-51. https://doi.org/10.1016/j.biori.2017.02.001

. Brogaard L. K., Petersen P. H., Nielsen P. D., Christensen T. H. Quantifying capital goods for biological treatment of organic waste // Waste Manag Res. – 2015; 33(2):96-106. https://doi.org/10.1177/0734242X13482032

. Bing R. G., Carey M. J., Laemthong T., Willard D. J., Crosby J. R., Sulis D. B., Wang J. P., Adams M. W. W., Kelly R. M. Fermentative conversion of unpretreated plant biomass: a thermophilic threshold for indigenous microbial growth // Bioresour technol. – 2023; 367:128275. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2022.128275

. Gallo G., Imbimbo P., Aulitto M. The undeniable potential of thermophiles in industrial processes // Int J Mol Sci. – 2024; 25(14);7685. https://doi.org/10.3390/ijms25147685

. Kovalev А. A., Kovalev D. A., Panchenko V. A., Zhuravleva E. A., Laikova A. A., Shekhurdina S. V., Ivanenko A. A., Litti Y. V. Energy efficiency of hydrogen production during dark fermentation // Int J Hydrogen Energy. – 2024; 87:171-8. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2024.08.473

. Jalil A., Yu Z. Impact of substrates, volatile fatty acids, and microbial communities on biohydrogen production: a systematic review and meta-analysis // Sustainability. – 2024; 16(23):10755. https://doi.org/10.3390/su162310755

. Ungerfeld E. M. Metabolic hydrogen flows in rumen fermentation: principles and possibilities of interventions // Front Microbiol. – 2020; 11:589. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.00589

. Albuquerque M. M., Sartor G. D. B., Martinez-Burgos W. J., Scapini T., Edwiges T., Soccol C. R., Medeiros A. B. P. Biohydrogen produced via dark fermentation: a review // Methane. – 2024; 3(3):500-32. https://doi.org/10.3390/methane3030029

. Jalil A., Ahmadi H., Ndayisenga F., Khan S., Ahmad A., Wang X., Yu Z. Integrating dark fermentation and electrohydrogenesis for enhanced biohydrogen production from food waste // Sustain Energy Fuels. – 2025; 9(20):5432-57. https://doi.org/10.1039/D5SE00571J

. Chen Y., Wen Y., Zhou J., Xu C., Zhou Q. Effects of pH on the hydrolysis of lignocellulosic wastes and volatile fatty acids accumulation: The contribution of biotic and abiotic factors // Bioresour Technol. – 2012; 110:321-9. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.01.049

. Farh M. E. A., Abdellaoui N., Seo J. A. pH changes have a profound effect on gene expression, hydrolytic enzyme production, and dimorphism in Saccharomycopsis fibuligera // Front Microbiol. – 2021; 12:672661. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.672661

. Troiano D. T., Studer M. H. P. Microbial consortia for the conversion of biomass into fuels and chemicals // Nat Commun. – 2025; 16(1):6712. https://doi.org/10.1038/s41467-025-61957-x

. Jiang Y., Wu R., Zhang W., Xin F., Jiang M. Construction of stable microbial consortia for effective biochemical synthesis // Trends Biotechnol. – 2023; 41(11):1430-41. https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2023.05.008

. Hajool Z. A., Muhsan A. S., Al-Jothery H. K. M., Nasif M. S., Mutaafi A. A., Alakbari F. S. Advancements in proppant coating technologies for enhanced hydraulic fracturing efficiency: a comprehensive review on nanocomposites and surface modifications // Results Eng. – 2025; 106179. https://doi.org/10.1016/j.rineng.2025.106179

The authors declare that there are no conflicts of interest present.