Preview

Альтернативная энергетика и экология (ISJAEE)

Расширенный поиск
Доступ открыт Открытый доступ  Доступ закрыт Доступ платный или только для Подписчиков

Получение биоводорода из полисахарида, используемого для гидроразрыва пласта, с использованием термофильных моно- и смешанных культур

https://doi.org/10.15518/isjaee.2026.02.175-199

Аннотация

Быстрый рост потребления воды при проведении операций гидроразрыва пласта (ГРП) требует разработки эффективных методов ее утилизации и повторного использования. Жидкости для ГРП обычно содержат органические полисахаридные гелеобразующие вещества, такие как гуаровая камедь и ее производные. В данной работе рассматривается темновая ферментация как многообещающий метод переработки полисахаридных отходов с получением водорода. Мы исследовали образование водорода из карбоксиметилгидроксипропилгуаровой камеди (CMHP-GG) и ее мономеров (галактозы и маннозы) с использованием термофильных штаммов бактерий Pseudoclostridium thermosuccinogenes AP-1, Tepidibaculum saccharolyticum AP-3, Thermohydrogenium kirishiense TR2, Thermoanaerobacter uzonensis 2K-2 и Thermoanaerobacterium thermosaccharolyticum SP-H2. Наибольшие выходы водорода из мономеров были получены для штаммов TR2 (77,9 мл из галактозы; 74,5 мл из маннозы) и SP-H2 (56,2 мл из галактозы; 43,1 мл из маннозы). При ферментации геля КМГП-ГК штамм AP-3 продемонстрировал самое высокое образование водорода как в монокультуре, так и в консорциумах со штаммами TR2, AP-1 и 2K-2 (40,1-37,5 мл) в соотношении 1:1. Для сравнения, консорциум с SP-H2 и смешанный консорциум всех штаммов образовали значительно меньше водорода (11,1 мл и 7,3 мл соответственно), по-видимому, из-за их метаболической несовместимости. Эти результаты подчеркивают потенциал подбора и применения микробных консорциумов для биоочистки жидкостей после гидроразрыва пласта с целью получения возобновляемого биоводорода и органических кислот.

Об авторах

В. В. Потокина
Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАН
Россия

Потокина Виктория Вячеславовна, младший научный сотрудник лаборатории
микробиологии антропогенных мест обитания

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Scopus ID: 57364304400



Я. А. Рыбкин
ООО «Арамко Инновейшнз»
Россия

Рыбкин Ярослав Андреевич, учёный-нефтехимик

117105, г. Москва, Варшавское шоссе, д. 9, стр. 1



С. Н. Паршина
Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАН
Россия

Паршина София Николаевна, старший научный сотрудник лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания,
кандидат биологических наук

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

ResearcherID: A-8607-2014 Scopus ID: 35511680900



А. А. Иваненко
Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАН; Московский государственный университет имени М. В. Ломоносова, биологический факультет
Россия

Иваненко Артем Александрович, инженер лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания, бакалавр

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Researcher ID: JAX-4154-2023

119899, г. Москва, Ленинские Горы, 1, стр. 12



А. А. Лайкова
Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАН
Россия

Лайкова Александра Алексеевна, младший научный сотрудник лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания, аспирант

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Researcher ID: IVU-7977-2023 Scopus Author ID: 58044317600



Е. А. Журавлева
Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАН
Россия

Журавлева Елена Александровна, науч. сотр. лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания, канд. биол.
наук

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Researcher ID: JBS-4297-2023 Scopus Author ID: 57216346570



С. В. Шехурдина
Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАН
Россия

Шехурдина Светлана Витальевна, младший научный сотрудник лаборатории микробиологии антропогенных мест обитания, аспирант 

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Scopus Author ID: 57564192200 Researcher ID: JZW-4863-2024



А. А. Ковалев
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный научный агроинженерный центр ВИМ»
Россия

Ковалев Андрей Александрович,

109428,. Москва, 1-й Институтский проезд, д. 5

Scopus Author ID: 57205285134



Д. А. Ковалев
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный научный агроинженерный центр ВИМ»
Россия

Ковалев Дмитрий Александрович, заведующий лабораторией биоэнергетических технологий, кандидат технических наук

109428,. Москва, 1-й Институтский проезд, д. 5

Researcher ID: K-4810-2015



М. Алахмари
Научно-исследовательский центр EXPEC «Сауди Арамко»
Саудовская Аравия

Алахмари Манар, учёный-нефтехимик

34466, Дахран



М. В. Орлов
ООО «Арамко Инновейшнз»
Россия

Орлов Максим Владимирович, Руководитель направления перспективных материалов

117105, г. Москва, Варшавское шоссе, д. 9, стр. 1



Ю. В. Литти
Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского, ФИЦ Биотехнологии РАН
Россия

Литти Юрий Владимирович, заведующий лабораторией микробиологии антропогенных мест обитания, кандидат
биологических наук

119071, г. Москва, Ленинский проспект, 33, стр. 2

Researcher ID: C-4945-2014 Scopus Author ID: 59312651000



Список литературы

1. . Othman A., Aljawad M. S., Kalgaonkar R., Kamal M. S. Application of polymers in hydraulic fracturing fluids: a review // Polymers (Basel). – 2025; 17(18):2562. https://doi.org/10.3390/polym17182562

2. . Ivanenko A. A., Laikova A. A., Zhuravleva E. A., Shekhurdina S. V., Parshina S. N., Potokina V. V., Kovalev A. A., Kovalev D. A., Rybkin I. A., Orlov M. V., Alahmari M., Litti Y. V. Dark fermentation as a potential method for biodegradation of polysaccharide gels used in hydraulic fracturing // Int J Hydrogen Energy. – 2025; 147:149976. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2025.06.166

3. . Makki S., Maalouf E., Yehya A. Review of the environmental and health risks of hydraulic fracturing fluids // Heliyon. – 2024; 11(1):e40883. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2024.e40883

4. . Wollin K. M., Damm G., Foth H., Freyberger A., Gebel T., Mangerich A., Gundert-Remy U., Partosch F., Rohl C., Schupp T., Hengstler J. G. Critical evaluation of human health risks due to hydraulic fracturing in natural gas and petroleum production // Arch Toxicol. – 2020; 94:967-1016. https://doi.org/10.1007/s00204-020-02758-7

5. . Berdugo-Clavijo C., Scheffer G., Sen A., Gieg L. M. Biodegradation of polymers used in oil and gas operations: towards enzyme biotechnology development and field application // Polymers (Basel). – 2022; 14(9):1871. https://doi.org/10.3390/polym14091871

6. . Abutu D., Yussof H. W., Nwaichi P. I., Umunnawuike C., Nyah F., Money B., Agi A. Utilizing depleted oil reservoirs for in-situ biohydrogen production: addressing knowledge gaps, sustainable pathways and future research directions // Fuel. – 2026; 406:136710. https://doi.org/10.1016/j.fuel.2025.136710

7. . Scheffer G., Chakraborty A., Amundson K. K., Khan R., Wilkins M. J., Evans P., Hubert C. R. J. Polymer biodegradation by Halanaerobium promotes reservoir souring during hydraulic fracturing // Appl Environ Microbiol. – 2025; 91(5):e0225324. https://doi.org/10.1128/aem.02253-24

8. . Fan Y., Zhang F., He K., Yu D., Chen H., Tian D., Shi Y., Li Z., Wang X. Functional microorganisms in hydrogen production: Mechanisms and applications // Bioresour technol. – 2025; 419:132007. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2024.132007

9. . Ivanenko A. A., Laikova A. A., Zhuravleva E. A., Shekhurdina S. V., Vishnyakova A. V., Kovalev A. A., Kovalev D. A., Trchounian K. A., Litti Y. V. Biological production of hydrogen: From basic principles to the latest advances in process improvement // Int J Hydrogen Energy. – 2024; 55:740-55. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2023.11.179

10. . Rainey F. A., Donnison A. M., Janssen P. H., Saul D., Rodrigo A., Bergquist P. L., Daniel R. M., Stackebrandt E., Morgan H. W. Description of Caldicellulosiruptor saccharolyticus gen. nov., sp. nov: an obligately anaerobic, extremely thermophilic, cellulolytic bacterium // FEMS Microbiol Lett. – 1994; 120:263-6. https://doi.org/10.1111/J.1574-6968.1994

11. . Tomlin J., Read N. W., Edwards C. A., Duerden B. I. The digestion of guar gum by individual strains of colonic bacteria // Microb Ecol Health Disease. – 1988; 1(3): 163-7. https://doi.org/10.3109/08910608809141532

12. . Podosokorskaya O. A., Kochetkova T. V., Novikov A. A., Toshchakov S. V., Elcheninov A. G., Kublanov I. V. Tenuifilum thalassicum gen. nov., sp. nov., a novel moderate thermophilic anaerobic bacterium from a Kunashir Island shallow hot spring representing a new family Tenuifilaceae fam. nov. in the class Bacteroidia // Syst Appl Microbiol. – 2020; 43:126126. https://doi.org/10.1016/J.SYAPM.2020.126126.

13. . Podosokorskaya O. A., Elcheninov A. G., Klyukina A. A., Merkel A. Y. Ignisphaera cupida sp. nov., a hyperthermophilic hydrolytic archaeon from a hot spring of Uzon (Kamchatka), and emended description of the genus Ignisphaera // Syst Appl Microbiol. – 2024a; 47:126541. https://doi.org/10.1016/J.SYAPM.2024.126541.

14. . Podosokorskaya O. A., Petrova N. F., Tikhonova E. N., Klyukina A. A., Elcheninov A. G. Rosettibacter primus gen. nov., sp. nov., and Rosettibacter firmus sp. nov., facultatively anaerobic moderately thermophilic bacteria of the class Ignavibacteria from hot springs of North Ossetia // Syst Appl Microbiol. – 2024b; 47(5):126528. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2024.126528

15. . Pfennig N. Anreicherungskulturen für rote und grüne Schwefelbakterien // Zbl Bakt I Abt Orig Suppl. – 1965; 1:179-89.

16. . Pfenning N., Lippert K. D. Über das Vitamin B12 – Bedürfnis phototropher Schwefelbakterien // Arch Microbiol. – 1966; 55:245-46.

17. . Wolin E. A., Wolin M. J., Wolfe R. S. Formation of methane by bacterial extracts // J Biol Chem. – 1963; 238:2882-86.

18. . Emebu S., Pecha J., Janacova D. Review on anaerobic digestion models: Model classification & elaboration of process phenomena // Renew Sustain Energy Rev. – 2022; 160:112288. https://doi.org/10.1016/j.rser.2022.112288

19. . Potokina V. V., Parshina S. N., Merkel A. Y., Elcheninov A. G., Vishnyakova A. V., Avtukh A. N., Kostrikina N. A., Tereshina V. M., Litti Y. V. Astrobacterium formosum gen. nov., sp. nov., a novel psychrotolerant rosette-forming bacterium from a laboratory psychrophilic EGSB bioreactor // Syst Appl Microbiol. – 2025; 48(5):126640. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2025.126640.

20. . Litti Y. V., Potekhina M. A., Zhuravleva E. A., Vishnyakova A. V., Grouzdev D., Kovalev A. A., Kovalev D. A., Katraeva I. V., Parshina S. N. Dark fermentative hydrogen production from simple sugars and various wastewaters by a newly isolated Thermoanaerobacterium thermosaccharolyticum SP-H2 // Int J Hydrogen Energy. – 2022; 47(58):24310-27. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2022.05.235

21. . Birnboim H. C., Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA // Nucleic Acids Res. – 1979; 24(7):1513-23. https://doi.org/10.1093/nar/7.6.1513

22. . Lane D. J. 16S/23S rRNA sequencing In: Stackebrandt E., Goodfellow M. (eds) Nucleic acid techniques in bacterial systematics. – 1991; 115-75.

23. . Laikova A. A., Kovalev A. A., Kovalev D. A., Zhuravleva E. A., Shekhurdina S. V., Litti Y. V. The feasibility of single-stage biohythane production in a semi-continuous thermophilic bioreactor: Influence of operating parameters on the process kinetics and microbial community dynamics // Int J Hydrogen Energy. – 2024; 55:148694. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2023.12.140.

24. . Kovalev A. A., Kovalev D. A., Zhuravleva E. A., Laikova A. A., Shekhurdina S. V., Vivekanand V., Litti Y. V. Biochemical hydrogen potential assay for predicting the patterns of the kinetics of semi-continuous dark fermentation // Bioresour Technol. – 2023; 376:128919. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2023.128919.

25. . Zacharova E. V., Mitrofanova T. I., Krasklnikova E. N., Kondratieva E. N. Thermohydrogenium kirishiense gen. nov. and sp. nov., a new anaerobic thermophilic bacterium // Arch Microbiol. – 1993; 160:492-97. https://doi.org/10.1007/BF00245311

26. . Slobodkina G. B., Baslerov R. V., Kostryukova N. K., Bonch-Osmolovskaya E. A., Slobodkin A. I. Tepidibaculum saccharolyticum gen. nov., sp. nov. a moderately thermophilic, anaerobic, spore-forming bacterium isolated from a terrestrial hot spring // Extremophiles. – 2018; 22(5):761-8. https://doi.org/10.1007/s00792-018-1036-5

27. . Drent W. J., Lahpor G. A., Wiegant W. M., Gottschal J. C. Fermentation of inulin by Clostridium thermosuccinogenes sp. nov., a thermophilic anaerobic bacterium isolated from various habitats // Appl Environ Microbiol. – 1991; 57(2):455-62. https://doi.org/10.1128/aem.57.2.455-462.1991

28. . Zhang X., Tu B., Dai L., Lawson P. A., Zheng Z., Liu L. -Y., Deng Y., Zhang H., Cheng L. Petroclostridium xylanilyticum gen. nov., sp. nov., a xylan-degrading bacterium isolated from an oilfield, and reclassification of clostridial cluster III members into four novel genera in a new Hungateiclostridiaceae fam. Nov // Int J Syst Evol Microbiol. – 2018; 68:3197-211. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.002966

29. . Wagner I. D., Zhao W., Zhang C. L., Romanek C. S., Rohde M., Wiegel J. Thermoanaerobacter uzonensis sp. nov., an anaerobic thermophilic bacterium isolated from a hot spring within the Uzon Caldera, Kamchatka, Far East Russia // Int J Syst Evol Microbiol. – 2008; 58(11):2565-73. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65343-0

30. . Moon M., Lee J. P., Park G. W., Lee J. S., Park H. J., Min K. Lytic polysaccharide monooxygenase (LPMO)-derived saccharification of lignocellulosic biomass // Bioresour Technol. – 2022; 359:127501. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2022.127501

31. . Nakamura A. M., Nascimento A. S., Polikarpov I. Structural diversity of carbohydrate esterases // Biotechnol Res Innov. – 2017; 1(1):35-51. https://doi.org/10.1016/j.biori.2017.02.001

32. . Brogaard L. K., Petersen P. H., Nielsen P. D., Christensen T. H. Quantifying capital goods for biological treatment of organic waste // Waste Manag Res. – 2015; 33(2):96-106. https://doi.org/10.1177/0734242X13482032

33. . Bing R. G., Carey M. J., Laemthong T., Willard D. J., Crosby J. R., Sulis D. B., Wang J. P., Adams M. W. W., Kelly R. M. Fermentative conversion of unpretreated plant biomass: a thermophilic threshold for indigenous microbial growth // Bioresour technol. – 2023; 367:128275. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2022.128275

34. . Gallo G., Imbimbo P., Aulitto M. The undeniable potential of thermophiles in industrial processes // Int J Mol Sci. – 2024; 25(14);7685. https://doi.org/10.3390/ijms25147685

35. . Kovalev А. A., Kovalev D. A., Panchenko V. A., Zhuravleva E. A., Laikova A. A., Shekhurdina S. V., Ivanenko A. A., Litti Y. V. Energy efficiency of hydrogen production during dark fermentation // Int J Hydrogen Energy. – 2024; 87:171-8. https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2024.08.473

36. . Jalil A., Yu Z. Impact of substrates, volatile fatty acids, and microbial communities on biohydrogen production: a systematic review and meta-analysis // Sustainability. – 2024; 16(23):10755. https://doi.org/10.3390/su162310755

37. . Ungerfeld E. M. Metabolic hydrogen flows in rumen fermentation: principles and possibilities of interventions // Front Microbiol. – 2020; 11:589. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.00589

38. . Albuquerque M. M., Sartor G. D. B., Martinez-Burgos W. J., Scapini T., Edwiges T., Soccol C. R., Medeiros A. B. P. Biohydrogen produced via dark fermentation: a review // Methane. – 2024; 3(3):500-32. https://doi.org/10.3390/methane3030029

39. . Jalil A., Ahmadi H., Ndayisenga F., Khan S., Ahmad A., Wang X., Yu Z. Integrating dark fermentation and electrohydrogenesis for enhanced biohydrogen production from food waste // Sustain Energy Fuels. – 2025; 9(20):5432-57. https://doi.org/10.1039/D5SE00571J

40. . Chen Y., Wen Y., Zhou J., Xu C., Zhou Q. Effects of pH on the hydrolysis of lignocellulosic wastes and volatile fatty acids accumulation: The contribution of biotic and abiotic factors // Bioresour Technol. – 2012; 110:321-9. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.01.049

41. . Farh M. E. A., Abdellaoui N., Seo J. A. pH changes have a profound effect on gene expression, hydrolytic enzyme production, and dimorphism in Saccharomycopsis fibuligera // Front Microbiol. – 2021; 12:672661. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.672661

42. . Troiano D. T., Studer M. H. P. Microbial consortia for the conversion of biomass into fuels and chemicals // Nat Commun. – 2025; 16(1):6712. https://doi.org/10.1038/s41467-025-61957-x

43. . Jiang Y., Wu R., Zhang W., Xin F., Jiang M. Construction of stable microbial consortia for effective biochemical synthesis // Trends Biotechnol. – 2023; 41(11):1430-41. https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2023.05.008

44. . Hajool Z. A., Muhsan A. S., Al-Jothery H. K. M., Nasif M. S., Mutaafi A. A., Alakbari F. S. Advancements in proppant coating technologies for enhanced hydraulic fracturing efficiency: a comprehensive review on nanocomposites and surface modifications // Results Eng. – 2025; 106179. https://doi.org/10.1016/j.rineng.2025.106179


Рецензия

Для цитирования:


Потокина В.В., Рыбкин Я.А., Паршина С.Н., Иваненко А.А., Лайкова А.А., Журавлева Е.А., Шехурдина С.В., Ковалев А.А., Ковалев Д.А., Алахмари М., Орлов М.В., Литти Ю.В. Получение биоводорода из полисахарида, используемого для гидроразрыва пласта, с использованием термофильных моно- и смешанных культур. Альтернативная энергетика и экология (ISJAEE). 2026;(2):175-199. https://doi.org/10.15518/isjaee.2026.02.175-199

For citation:


Potokina V.V., Rybkin I.A., Parshina S.N., Ivanenko A.A., Laikova A.A., Zhuravleva E.A., Shekhurdina S.V., Kovalev A.A., Kovalev D.А., Alahmari M., Orlov M.V., Litti Y.V. Enhanced biohydrogen production from a fracturing fluid polysaccharide gel by thermophilic mono- and mixed cultures. Alternative Energy and Ecology (ISJAEE). 2026;(2):175-199. (In Russ.) https://doi.org/10.15518/isjaee.2026.02.175-199

Просмотров: 66

JATS XML

ISSN 1608-8298 (Print)